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    2020-06-30 23:42:56
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Exfect 2000 Transfection Reagent

T202-01/02/03Exfect?2000TransfectionReagent高效、低毒、抗血清轉染試劑特點：·轉染效率高，在多種細胞上均有較高轉染效率·細胞毒性低，對細胞的正常生理狀態損害較小·支持共轉染體系，可同時高效轉染若干種質粒性能展示：圖1.各種試劑轉染細胞后的GFP表達情況使用各種試劑在24孔板中轉染CHOK1、HEK293、NIH3T3和WRL68細胞，轉染24h后分析GFP
價格：
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1098.0
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貨號：
T202-01/02/03
所屬分類
細胞轉染
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產品詳情
FAQ
組分
說明書

Exfect®2000 Transfection Reagent

高效、低毒、抗血清轉染試劑

轉染效率高，在多種細胞上均有較高轉染效率

細胞毒性低，對細胞的正常生理狀態損害較小

支持共轉染體系，可同時高效轉染若干種質粒

圖1.各種試劑轉染細胞后的GFP表達情況

使用各種試劑在24 孔板中轉染CHOK1、HEK293、NIH3T3 和WRL68 細胞，轉染24 h 后分析GFP 的表達。在四種細胞系中，Exfect®2000 試劑均比Lipo2000和Lipo3000 試劑具有更高的轉染效率。

Exfect®2000 是一種基于陽離子脂質體的高效轉染試劑，適用于DNA 的轉染及共轉體系，對大多數真核細胞( 貼壁或懸浮) 具有很高的轉染效率。獨特的結構及配方，使得血清和抗生素的存在不會影響轉染效率，從而減少去除血清對細胞的影響。細胞轉染后，24-48 h 內無需去除核酸-Exfect2000 復合物或更換培養基。

組分

T202-01

T202-02

T202-03

ExFect®2000 Transfection Reagent

0.5 ml

1 ml

5 ml

4-8°C 保存，不可冷凍

未找到相應參數組，請于后臺屬性模板中添加

Q1：轉染過程中細胞大量死亡。

A1：(1) 如果細胞不在說明書標注范圍內，可查閱歷年文獻，根據文獻中選擇的轉染試劑進行選擇（陽離子聚合物/陽離子脂質體）。

(2) 考慮質?；驇Ф?，用GFP質粒進行陽性對照，確定轉染試劑是否無問題。

(3) 如果重復數次毒性仍然較大，建議降低DNA與轉染試劑的比例或用量。進行摸索。

(4) Exfect/DNA復合物轉染時間過長。

多數情況下，在完全培養基中進行轉染，24 h無需換液處理，但是培養時間過長可能會導致細胞狀態較差，建議根據實驗需要，合理安排后續實驗時間。

(5) 轉染時細胞密度不合適。

多數情況下，當細胞匯合度達到70%～80%時轉染可以取得較高的轉染效率。如果是生長非?？斓募毎?，如293t,密度可以降低至60%。細胞密度過低導致細胞生長緩慢，細胞對外來試劑變得較為敏感。細胞密度過高，會導致細胞發生接觸抑制，加快細胞凋亡。

(6) Exfect/DNA過量。

轉染試劑過量會導致較高的細胞毒性。嘗試降低轉染試劑的使用比例或者減少用量。

(7) Exfect/DNA復合物加入培養基時分布不均勻。

局部轉染試劑/DNA復合物濃度過高是導致細胞毒性偏高最常見的原因之一。應在孔中不同位置滴加復核并，并在復合物添加到培養基之后，立即平置培養皿，并前后、左右交替晃動。

(8) 細胞狀態偏差。

傳代次數太少或者太多都將導致細胞對轉染試劑毒性敏感度的改變。因此應盡量使用適度傳代的細胞系，降低細胞代數差異對實驗結果造成的影響。

Q2：轉染效率差，轉不進去。

A2：(1) Exfect與DNA的比例不優化，DNA用量不合適——通過預實驗測試ExFect與DNA的最佳比例（在1～5 μl/μg DNA范圍內嘗試）及DNA的使用量（以24孔板為例，在0.5～2 μg/孔范圍內嘗試）。在后續的實驗中選擇轉染效率高、細胞毒性低的比例進行轉染。

(2) 直接將Exfect和DNA原液直接混合后加到培養基中——Exfect和DNA需分別在無血清培養基條件下按一定比例稀釋后再進行混合孵育。         

(3) 轉染時細胞密度不合適——多數情況下，當細胞匯合度達到70%～80%時轉染可以取得較高的轉染效率。然而細胞類型不同，最適的轉染密度也不盡相同?？梢酝ㄟ^預實驗尋找較優化的轉染密度，并在后續實驗中保持這個密度。

(4) DNA質量偏低（降解或包含內毒素）——為實現高效率、低毒性的轉染，應使用高質量的DNA（高純度、無菌、無內毒素）。

(5) 轉染試劑/DNA復合物包裝體系中包含血清——當包裝反應體系中存在血清時，轉染試劑/DNA復合物無法正常形成。 

(6) 轉染體系中存在轉染抑制因素——當轉染體系中存在多聚陰離子聚合物時（例如：硫酸葡聚糖、肝素等）轉染將無法正常進行。因此應避免上述物質存在于細胞轉染體系中。 

(7) 細胞狀態偏差——傳代次數太少或者太多都將導致細胞轉染效率的改變。因此，為了提高轉染效率以及轉染穩定性，應盡量使用適度傳代的細胞系，并盡量在平行實驗時保持細胞傳代次數的一致性。

(8) 在細胞狀態較好時進行轉染實驗。

(9) 嘗試線性化質粒后再轉染。

(10) 嘗試使用無血清培養基。

(11) 注意觀察試劑是否結冰，結冰后轉染效率會變差。

Q3：試劑是否可以轉染RNA、siRNA？

A3：T101不可以，T202可以，但是沒有推薦的體系。

Q4：轉染試劑是否可以做穩轉？

A4：沒有可以一步穩轉的試劑，穩轉推薦用慢病毒來進行，我們的T202可以應用于慢病毒制備的慢病毒包裝共轉染步驟。

Q5：如何判斷轉染效率。

A5：(1) 多做復孔，排除個人操作差異。

(2) 同時轉染情況下，提取各個復孔細胞的總基因組，然后用qPCR方法定所轉染基因量，內參選擇參考該細胞內參。

(3) 可以考慮在質粒中插入一個表達受啟動子修飾影響較小的GFP序列，通過熒光直接觀察質粒轉染效率。

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